Lavado traqueobronquial y bronquioalveolar en equinos: procesamiento e interpretación de los resultados.
MV Gerardo Julio Larotonda.1
INTRODUCCION
Dentro
de los métodos complementarios de diagnóstico utilizados en la evaluación clínica
del sistema respiratorio de los animales domésticos, de viene utilizando, desde
ya hace más de dos décadas el estudio de las muestras procedentes del lavado
traqueobronquial (LTB) como así también el lavado bronquioalveolar (LBA). Ambas técnicas se han utilizado en las
práctica clínica en especial en los equinos de alta competencia tanto para
evaluar la situación clínica en el
diagnostico de distintas patologías del
sistema respiratorio como ser la hemorragia pulmonar inducida por el ejercicio
(HPIE) y otros procesos inflamatorios (neumonías y bronconeumonías) y obstructivos de las vías aéreas inferiores
(posteriores) como EPOC (enfermedad pulmonar obstructiva crónica) (Naylor, J.M-et
al 1992)
Ya
en el vol. 160 n.11, del JAVMA del año 1972 Manssman, R.A y Knight,
H.D. describen la técnica de aspiración traqueal para obtener muestras de las
vías aéreas inferiores de los equinos. (LTB)
Desde
su descripción tanto la técnica del LTB como LBA ha aumentado su utilización en
la clínica progresivamente como técnica esencial
en los aislamientos de agentes patógenos oportunistas como así también ha sido
motivo de revisión en números trabajos científicos de la especie equina,
caninos, porcinos y en medicina humana en su interpretación en relación con los
procesos patológicos no infecciosos , antes
mencionados.
La
técnica del LBA fue primeramente adaptada por Viel,L ( tesis doctoral 1983) a la especie equina siendo considerada
por el autor un método sensible para el diagnóstico de enfermedades inflamatorias
y no inflamatorias pulmonares. (Hoffman ,1999)
El LBA es una técnica simple,
económica y segura (Mansmann 1998). Esta puede ser utilizada por cualquier veterinario calificado, sin requerir de equipos
sofisticados ni destrezas específicas. La técnica consiste en instilar un
determinando volumen de una solución salina (isotónica, estéril) en un bronquio
secundario o terciario a través de un fibroscopio, videoscopío o sonda diseñada
“ad hoc”, para después recuperarla en su mayor porcentaje posible para luego de
acondicionada y remitirla , para ser analizada en el laboratorio tanto
citológica como bacteriológicamente. (Estudio físico-químico
–bacteriologico-citomorfológico).
Los Drs Raphael y Soma (1982 ) consideran que el examen endoscópico
traqueal es una buena alternativa para el diagnostico de la HPIE ya que
ellos encontraron que un 75 % de los equinos sometidos a competencia
presentaban sangre a nivel ventral de la tráquea pero tiene la limitación de no
detectar la sangre que puede producirse en el área broquioalar y alveolar cosa
que con el LBA puede lograrse. Se ha publicado que la presencia de
hemosiderófagos y eritrocitos libres , como indicadores de la HPIE en los LBA es de un 95 % a casi 100% de los caballos en
competencia activa ( Fogarty, 1990 ; Moore y Cox , 1996) Estos dos últimos
autores ha publicado que el análisis de la citología bronquioalveolar no sólo
puede demostrar casos incipientes de hemorragia y diferenciar entre hemorragias
antiguas o recientes, sino que además puede proveer información muy útil para
diferenciar y evaluar distintas enfermedades de afectan las vías aéreas
posteriores ( bajas ) de los equinos
PREPARACION DEL ANIMAL.
Mas
allá de la técnica de lavado seleccionada la mayoría de los autores recomiendan
una contención física del animal utilizando distintos protocolos de sedación y
sugiriendo la utilización de mangas o
bretes para evitar las reacciones del animal.
Dentro
de los métodos de contención química Mc Gorum & Dixon (1994) recomiendan la
dosis de 50 ug/kg de clorhidrato de
romifidina o 10 ug/Kg clorhidrato de
detomidina asociado a 10 ug/kg de tartrato de butorfanol .Hoffman & Viel
(1997) sugieren en su publicación la utilización de 0,5- 1,1 mg/kg IV de clorhidrato de xilazina y
3a 6 mg IV de clorhidrato de detomidina.
Algunas publicaciones sugieren realizar la técnica bajo una sedación con
acepromacina (0,05 mg/kg IM) seguida por
una anestesia corta con una dosis de 5 mg/ kg IV de propofol. En este caso la
técnica requiere de instalaciones apropiadas para el decúbito del equino y la
recuperación post anestésica. (Quirófano y boxes de recuperación)
METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DE LAS
MUESTRAS.
Se
describen tres posibles métodos para la obtención de las muestras de las vías
respiratorias posteriores (bajas) en las
distintas especies animales.
Transtraqueal (TBL
lavado traqueobronquial)
Mediante endoscopia. (Fibroscopia)
LBA.
Utilizando un catéter diseñado para LBA tipo Bivona .
En
el equino se siguen utilizados los tres
métodos con distintas adaptaciones y resultados semejantes pero con variaciones
en la interpretación de los mismos según encontramos en las distintas publicaciones.
En
los últimos años se ha utilizado mayormente la técnica de la sonda para LBA,
por presentar algunas ventajas económicas y la posibilidad de llegar al sitio del lavado fijando la misma a las paredes de los
bronquios , médiate la insuflación del manguito lo que permite recuperar una
parte suficiente del volumen de solución instilada, obteniéndose resultados
estadísticamente comparables. Con los cuadros clínicos. (Hoffman, Cox Sanchez,
Lessa).
Algunos
autores prefieren en método endoscópico dado que permite visualizar el lugar previamente
donde se efectuará el lavaje.
Asimismo
se describen distintas variaciones en las sondas o catéteres utilizados con el
fin de recolectar muestras representativas especialmente para bacteriología (no
contaminadas).
ASPIRACION O LAVADO TRANSTRAQUEAL
(Traqueobronquial) TBL
La técnica de lavado
transtraqueal o aspiración transtraqueal (TLA –o TBL) es sencilla, invasiva y
presenta la ventaja de evitar la contaminación de las muestras con bacterias o
virus de la cavidad nasal o vías aéreas superiores, (microflora de la
nasofaringe)
La
técnica de aspiración percutánea (transtraqueal
o traqueobronquial) se realiza con el
animal sedado y en estación (preferiblemente en una manga o brete de contención
adecuado para la especie)
Previamente
se debe rasurar la zona de piel a utilizar en una superficie de 10X 10
cm en la porción media de la tráquea (tercio medio) entre el espacio de dos anillos
cartilaginosos de la tráquea o caudal de la laringe cartílago
cricoaritenoideo en caninos (ver distintos autores) (Mansmann RA, Knigth HD, Transtracheal
aspiration in the horse.1972)
Se
realiza la antisepsia quirúrgica habitual con algún antiséptico eficaz como
povidona iodada o alcohol etílico al 70 % o alcohol iodado. Se realiza una
anestesia local con lidocaína (ó xilocaina)
al 2% unos 2cc subcutáneo. Habitualmente se utiliza un trocar de 8 a 10 gauge ( o también
se han utilizado agujas de 12 a 14 gauge ,se sugiere realizar una pequeña incisión
con una hoja de bisturí para introducir
un catéter tipo intracath de 13 o 14 G
por 40 a 60 cm ( con mandril semi rígido
) (ó K 33 ) calculando previamente la
distancia anatómica que debe haber entre el lugar de entrada en la traquea y la bifurcación de la tráquea en la entrada
de los bronquios.( en los equinos PSC adultos aproximadamente 30 -40 cm)
Generalmente al llegar a la zona se produce el reflejo tusígeno.
Algunos
trabajos publicados aspiran previamente en el extremo distal de la sonda (punta del
catéter) 1 cc de agar al 2 % estéril en solución fisiológica, con el fin de evitar la introducción de
elementos celulares y microbiológicos durante la entrada del catéter en la tráquea
hasta llegar a la zona seleccionada.
Se
introduce la solución isotónica elegida a 37
o C por ejemplo
solución fisiológica ( NaCl 0,9%) con una jeringa de 60 ml en un volumen de 60 cc (
hasta 500 cc ) ( no superar los 0,5 ml por kg de peso del animal tanto en
equinos como pequeños animales ) en
forma seguida se retira por aspiración el mayor volumen posible de la referida
solución y se deposita en los viales correspondientes ( uno con EDTA de Na y
K , otro seco y estéril , y un medio de
transporte bacteriológico como Stuart)
Se
pueden realizar unos frotis con una gota de la muestra homogenizada. (Y
remitirlos protegidos de la humedad y el frio, secar al aire, no refrigerar los
frotis.) .También se ha demostrado (Ribas, C R et al 2010) que el agregado de
1gota de formol por cada ml. de muestra, en unos de los viales, permite
mantener la morfología celular mejor por un periodo de 7 días (en caninos).
Las
muestras obtenidas se envían refrigeradas a 4 o C al laboratorio
tratando de que transcurra el menor tiempo posible entre la extracción y la
llegada al laboratorio. Los extendidos realizados se envían fijados al aire en
forma separada en seco, en cajitas para transporte de portaobjetos o
semejantes.
MEDIANTE ENDOSCOPIA.
Luego
de la sedación y sujeción del equino, en forma semejante a lo descripto
anteriormente ,la técnica consiste en introducir un fibroscopio de longitud
adecuada para llegar a los pulmones del animal como por ejemplo el utilizado
por Hoffmann A. (1991) Olympus GIF Type
XP gastroscopio ( 140 cm largo operativo y 9mm de diámetro , con canal para
biopsia , Olympus Optical Co. Ltd, Tokio, Japón) o el utilizado por Cox Sánchez (2004) Olympus Q 140 , 110 cm x9mm, USA) .
La
esterilización de este instrumento se realiza habitualmente con soluciones
antisépticas como glutaraldehido al 2 % (Sporocidin mr) lavado luego
con solución salina estéril antes de su utilización.
Luego
de observar a través del fibroscopio el
área a lavar , se introduce un pequeña sonda estéril a través del canal de
biopsia del instrumento y al
observar que supera la punta , se instila la solución
isotónica estéril a 37 o C en cantidades que van desde los 60 a 300 o 500
cc según el autor.
Acto
seguido se recupera con la jeringa de 60 cc la mayor cantidad de líquido posible,
depositando lo obtenido en los viales correspondientes (ver acondicionamiento
de las muestras).
MEDIANTE UTILIZACION DE CATETER
ESPECIAL.
Para
la realización de esta técnica se utiliza un catéter para LBA equino como: “Equine bronchoalveolar lavage catheter,
Bivona, Inc., 5700 W. 23rd Ave., Gary, IN 46406 (1-800-348-6064 begin_of_the_skype_highlighting 1-800-348-6064 end_of_the_skype_highlighting; item no.
VBAL30).” O “Bev-A-Line V ,Cole-Parmer,
Chicago, Illinois, USA.2,5m” calibere interno 3mm diametro externo 6mm . Previamente
a la introducción del catéter se procede a la sedación y contención del animal
.Con la cabeza en extensión de la articulación atlanto occipital , en la forma más
horizontal posible, se coloca una sonda
gruesa endotraqueal de 75 cm largo 8mm
de diametro interno ( tipo Argyle,Sharwood
Medical, St Luis , Missouri, usa. ) pasando la laringe hasta llegar a la tráquea,
se puede instilar una solución de
lidocaína para evitar el reflejo tusígeno que provoca esta sonda , en cantidad
de 20 a 30 cc no superando los 60 ml . Cuando cesa el reflejo se introduce el
catéter Bivona avanzando suavemente por la tráquea hasta encontrar resistencia,
en este lugar se insufla el balón (manguito) del catéter con 5 a 10 cc de aire.
Según Hoffman (1999) es muy importante el perfecto acoplamiento de la sonda con
la luz bronquial para garantizar el éxito de la técnica. Paso siguiente se
acopla al catéter la jeringa y se deposita una alícuota de 60 ml de solución isotónica a 37 o C, elegida (siempre utilizar la solución
recomendada por el laboratorio que las procesará, a fin de poder comparar los
resultados con la valores de referencia del mismo.)
Como
se hizo en las anteriores técnicas se trata de recuperar rápidamente al lavado
la mayor cantidad de solución instilada. (Generalmente se obtiene en promedio
un 50 % de lo instilado)
Las
muestras se acondicionan de la misma forma que en los anteriores procedimientos.
LBA catéter Bivona.
ACONDICIONAMIENTO Y REMISION DE
LAS MUESTRAS
Como se describe en párrafos
anteriores la muestras obtenidas por las distintas técnicas de lavado se deben
remitir en frascos (viales) especiales para que mantengan sus características
similares a las recién obtenidas hasta su procesamiento en el laboratorio (que
en las condiciones de trabajo del veterinario argentino frecuentemente no está
cerca del lugar donde están estabulados los equinos o de los haras donde se los
cría.)
Se suelen remitir las
siguientes muestras distribuyendo en forma proporcional el material obtenido en
las siguientes alícuotas.
1
Alícuota del fluido obtenido se envía con el agregado de EDTA (de Na y K) en
las mismas proporciones que para la sangre. Estas sales al quelatar el Ca
evitan el deterioro precoz de las células por la entrada de este ion al citosol
(que activaría las fosfolipasas de membrana).
2
Alícuota de fluido sin agregados
3
Alícuota o hisopo embebido y transportado en medio de transporte bacteriológico
(Stuart o semejante) para bacteriología en recipiente estéril y refrigerado.
4
Varios frotis o extendidos de la muestra original, secados al aire, y enviados
en recipientes de transporte de portaobjetos o acondicionados para que no se
peguen entre ellos y para protegerlos del calor y la humedad. ( no refrigerar
¡) para diagnóstico citomorfológico en fresco . ( Frotis directo ) (
cubreobjetos )
5
En forma optativa algunos autores ( laboratorios ) sugieren enviar una alícuota del fluido
original con el agregado de un gota ( 50 ul) de formol puro por cada cc de
muestra para citología.
Habitualmente
todos los viales conteniendo el fluido procedente del lavado, son enviados
refrigerados a 4 o C, en contenedores de telgopor con pack refrigerante ( como todo material biológico )
Se sugiere tratar de lograr que
las muestras lleguen al laboratorio antes de la 12 hs posteriores a su
extracción acompañadas con un protocolo que contenga todos los datos aportados
por el previo estudio clínico y el examen endoscópico si es que fue realizado. (
Reseña ,anamnesis e ECG y ECP y métodos complementarios ya realizados )
PROCESAMIENTO DE LAS MUESTRAS.
Las
primeras evaluaciones de la muestra son las macroscópicas obtenidas por el
profesional que realiza la técnica de extracción, Se debe consignar en el
protocolo de remisión el volumen total obtenido. (Indicar que cantidad
total de solución se utilizó para el
lavado)
Cada muestra se puede clasificar
de acuerdo a su turbidez y color en grados del 1 al 4 siendo el : 1 café suave,
2 rosado,3 rojo pálido y 4 rojo o rojo
fuerte turbio.( McKane et al, 1993)
Se debe informar la presencia a
o no de espuma ( surfactante ) en la superficie de la muestra. Si hay
partículas en suspensión (detritus u otros) (describir tamaño, aspecto color,
forma etc.)
Luego de este examen físico se
procede a los recuentos de células
nucleadas y eritrocitos totales. Esto se realiza con un hemocitómetro en cámara de Neubauer según las tradicionales
técnicas de sangre o con la utilización de equipos automatizados (Coulter
counter).Informando los eritrocitos por mm3 y las celulas nucleadas
por mm3 (tener en cuenta que no
todas las células nucleadas son leucocitos) o Nro de celulas / litro se´gun
otros autores. .
El recuento de celulas nucleadas
totales de acuerdo a los distintos
autores , suele tener amplias variaciones de los valores de referencia, debido
a que están influidos por un gran número de factores como : el volumen de solución utilizado ( 60 a
500 cc) , el tipo de método de lavado seleccionado, el lugar del lavado, la
cantidad de tiempo que permanece en el lugar antes de ser aspirado, la cantidad
aspirada, la presencia de lesiones patológicas y otros factores por el acondicionamiento y
transporte de la muestras, sumado a todo esto variaciones grandes según el
método de laboratorio utilizado y el uso de filtrado o no de las muestras.
Numerosos trabajos publicados para tratan de encontrar procedimientos que
permitan estimar la proporción relativa de las células epiteliales pulmonares
superficiales en los fluidos provenientes de lavajes. ( PELF pulmonary epitelial lining fluid )
Para
realizar este cálculo se ha utilizado la determinación de distintas moléculas
contenidas en el PELF obtenido por BAL ,
como urea y albuminas . Utilizando estas moléculas McGorum B.C.et al 1993 demostraron que la urea puede ser una
molécula útil para este fin ( tanto por su sencillo método de determinación y
bajo costo ,como por su sensibilidad) ya que por su hidrosolubilidad esta
presente en semejantes concentraciones en todos los liquidos biológicos
permientiendo corregir la dilusion de la muestras en proporción con la disminución
de la concentración. Existen otros
trabajos que miden el calcio, o el potasio o marcadores exógenos como el azul
de metileno pero no han demostrado ser mejores que el de la urea. La mayor
desventaja de la utilización de la urea puede ser que esta molécula aumenta
significativamente en los procesos inflamatorios del pulmón .
Una
forma elemental y básica para controlar
la dilución de la muestra es realizar la técnica en las mismas condiciones
generales tratando de seleccionar siempre el mismo lugar, utilizando los mismos
elementos ( sonda , fibroscopio, solución isotónica, volumen instilado ) y
tratar de recuperar siempre entre el 40 % y el 60 % del liquido instilado en el
lavaje. El rango de referencia considerado “normal” por el Laboratorio de salud
animal de la Universidad de Guelph, y que coincide con nuestra experiencia es de 0,4x 10 9 células / litro.( 4000
cl nucl / mm3)
ESTUDIOS CITOLOGICOS
.
Para la realización de estos
estudios se realizan varios extendidos en portaobjetos (limpios y desengrasados)
según los distintos autores el numero será de 4 a 6. ( ver técnica del cubre
objeto , técnica 3 grosores de extensión )
Técnica
para exudados y fluidos 
Con el fin de determinar el
porcentaje de cada tipo de células encontrado en el liquido del LBA se realizan
dos tipos de muestras.:
Muestra en directo :Si se remitieron los frotis en fresco ( directo
de la muestra) anteriormente indicados, se realiza estos estudios con
ellos, de lo contrario habrá que realizarlos en la laboratorio (
muestras con EDTA o con formol ) , luego
de homogenizar la muestra. Los distintos autores sugieren que no deben pasar más
de 8 hs luego de la toma de muestras para evitar que los cambios degenerativos
de la celulas afecten la posibilidad de diferenciarlas y la proliferación
bacteriana . Se fijan primariamente al aire. (Identificando cada preparado correctamente)
Muestra concentrada.: Con una alícuota de la muestra (con EDTA ó
con formol) se centrifuga, se homogeniza el sedimento y se toman muestras para
realizar de 4 a 8 frotis. Algunos
autores sugieren redisolver el sedimento con un volumen conocido de solución
isotónica ( Cl Na 0,9 %) .Se puede resuspender hasta obtener un número de
células constante, agregando la cantidad de solución necesaria para llegar a
1000 celulas por mm 3. Para luego homogenizar bien y realizar los frotis mencionados.
Estas muestras ( en directo y
concentradas ) se colorean con los
métodos posteriormente sugeridos
( coloraciones de Romanosky u otras ) y se observan al microscopio óptico
con 40x y 100x ( para identificar detalles celulares pequeños) .
También
se han publicado resultados de estudios citológicos realizados por el método
Cytospin utilizando de 100 .a 200 microlitros de muestra , dependiendo del
grado de celularidad de la muestra ( recuento)
y posterior utilización de microcentrífuga especial . Se ha demostrado
que la citocentrifugación , produce un descenso en la proporción de linfocitos
de la muestra. .El uso de ultracentrifugación como 90G puede producir daño celular y pérdida de
linfocitos en comparación con las bajas velocidades como 23 G (LaPointe ,J .M.
1994 )
Una técnica que varios autores
han demostrado ser de sencilla realización y adecuada para no provocar falsos
resultados por el ultracentrifugado es la utilización de preparaciones en cubreobjetos técnica utilizada desde hace mucho
tiempo para extender preparados de médula ósea roja en veterinaria.( Schalm ,O
W 1964). Se ha comparado con la técnica de ultracentrifugación obteniéndose
buenos resultados que justifican su realización. ( Pikles , K.et al 2002 )
TECNICAS DE COLORACION.
Los frotis realizados en
portaobjetos o en cubreobjetos, serán coloreados para su posterior observación
con coloraciones comunes panópticas como las de Romanowsky .
Wright-, Wright-Giemsa , May-Grünwald/Giemsa , Coloración 15, Diff quick, Dia quick Panoptic (DQP) ó similar como coloración de Leishman.. Estas
coloraciones combinan colorantes cationicos
y aniónicos, ofreciendo un excelente contraste entre los materiales
basófilos, eosinofilos o neutros de las células y mucus coloreados.
Aparte de esta coloración básica
para la diferenciación celular en Microscopio óptico, se pueden utilizar otras
comunes para otros fines como coloración de Gram para la identificación de
morfología bacteriana ( y primaria diferenciación entre G + de G (-) o azul de
toluidina para gránulos metacromáticos de los mastocitos o Azul de Prusia de Perl
para hemosiderófagos. Algunos autores han utilizado la coloración de Papanicolaou para la diferenciación celular. Una vez secados
los preparados coloreados se recomienda cubrir la superficie con aceite de
inmersión , antes de ser observados al MO , para evitar la refringencia de los
mismos, en forma opcional se podrá cubrir con bálsamo de Canadá sintético ( o
semejante solución de montaje) y proteger con cubreobjetos las muestras , Esto
se realiza en especial cuando se hacen en forma seriada seguimientos de varios
lavados BA y la observación la realizan varios técnicos para minimizar
subjetivos datos.
INTERPRETACION DE LOS RESULTADOS DE LOS ESTUDIOS
CITOLOGICOS
La interpretación de la
citología proveniente de los distintos tipos de lavajes de las vías aéreas
inferiores (posteriores) está basada en la determinación del porcentaje de cada
tipo de células representativas de las población celular presente en el órgano.
Esto se realiza leyendo con el MO entre
200- a – 300 células (como mínimo) y
consignando que cantidad de cada una de ellas aparece en los frotis coloreados
en forma porcentual.
Los
valores de referencia publicados en los últimos 20 años por muchos autores son variables
y se han comparado los distintos métodos de obtención, distintos volúmenes de
solución de lavado utilizadas y diferentes criterios de procesamiento. Lo que
ha quedado claramente demostrado es que los resultados obtenidos por LTB son
diferentes a los del LBA.
En los animales “aparentemente
sanos” (o sin síntomas clínicos evidentes
de enfermedad inflamatoria respiratoria) las celulas predominantes son
los macrófagos y los linfocitos.
En el caso de las enfermedades
inflamatorias (sépticas o no) los porcentajes de PMN neutrófilos van aumentando
en forma correlativa a la gravedad de las mismas.
Para evidenciar las
variabilidades publicadas por los distintos autores mostramos la siguiente
tabla para que el lector saque sus conclusiones. :
|
Valores de referencia de la citomorfología
obtenida de LBA de equinos clínicamente normales de edades
|
||||||||
|
|
ordenadas de menor a mayor y mediante técnicas de lavado similares
|
|
||||||
|
Autor
|
Nro. de equinos
|
Volumen de sol
|
Macrof.
|
Linfocitos
|
PMN N
|
Mast ,
|
PMN E
|
Epiteliales
|
|
|
edad en años
|
salina instilada ml.
|
|
|
|
|
|
|
|
Rush Moore
|
n=6
|
300
|
65
|
28
|
4
|
0,3
|
1,2
|
NE
|
|
|
2,7 +/-1.1
|
|
+/ - 5
|
+/ - 3
|
+/ - 0,3
|
+/ - 0,3
|
+/ - 0,8
|
|
|
Mc Kane
|
n= 62
|
65
|
59
|
31
|
9
|
NE
|
0,5
|
0,4
|
|
|
2,8+/-1.4
|
|
´+/ - 10
|
+/ - 9
|
+/ - 6,3
|
|
+/ - 3,1
|
´+/ - 0,8
|
|
Hare
|
n=12
|
500
|
60
|
37
|
2
|
0,4
|
0,03
|
0,4
|
|
|
3,1 +/-0,9
|
|
´+/ - 5
|
+/ - 5
|
+/ - 1,5
|
+/ - 0,4
|
+/ - 0,1
|
´+/ - 0,5
|
|
Fogarty
|
n=11
|
120
|
65
|
28
|
7
|
0,2
|
0
|
NE
|
|
|
3,2 +/-1.2
|
|
´+/ - 6
|
+/ - 6
|
+/ - 3,3
|
+/ - 0,6
|
|
|
|
Clark
|
n=10
|
200
|
56
|
37
|
6
|
0,8
|
0,5
|
NE
|
|
|
4 a 6
|
|
´+/ - 1
|
´+/ - 2
|
+/ - 0,5
|
+/ - 0,2
|
+/ - 0,1
|
|
|
Derksen
|
n=10
|
300
|
45
|
43
|
9
|
1,2
|
mas 1
|
3,5
|
|
|
6,9 +/-2.1
|
|
´+/ - 3
|
+/ - 3
|
+/ - 1,2
|
+/ - 0,3
|
|
´+/ - 0,7
|
|
Traub-Dargatz
|
n=9
|
180-500
|
31
|
60
|
5
|
2,7
|
1,2
|
0.9
|
|
|
4--a 14
|
|
´+/ - 6
|
´+/ - 6
|
´+/ - 3
|
+/ - 0,7
|
+/ -0, 4
|
´+/ - 3
|
|
Sweeney
|
n=7
|
300
|
46
|
47
|
2,3
|
4,4
|
0
|
|
|
|
8,8 +/- 5,2
|
|
´+/ - 11
|
+/ - 11
|
+/ - 2,2
|
´+/ - 2
|
|
NE
|
|
LaPointe
|
n=6
|
500
|
26
|
69
|
2,2
|
0,2
|
0
|
|
|
|
12,5+/-5.1
|
|
+/ - 6
|
+/ - 3
|
+/ - 1,9
|
+/ - 0,3
|
|
NE
|
Dentro de los macrófagos algunos
autores hacen una caracterización diferencial entre los macrofagos cargados con
hemosiderina ( hemosiderófagos) y los que no presentan estos gránulos,
relacionando este porcentaje de hemosiderófagos con la cantidad de sangre
eliminada por fagocitosis del tracto respiratorio. También pueden indicar
sangrado en días anteriores a la toma de la muestra. (Cox Sánchez S.,2004) pudiéndose
calcular la reserva de macrófagos disponibles , antes de presentarse los signos
clínicos de mal rendimiento.( o insuficiente )
PROCESAMIENTO
DE LAS MUESTRAS PARA BACTERIOLGIA.
Las
muestras para bacteriología , que llegan
junto con las anteriores , en forma refrigerada y en medios de transporte
bacteriológico serán procesadas lo antes posible siguiendo un esquema de
aislamiento bacteriológico. Y micológico ( si está indicado ) habitual para
este tipo de muestras , con el fin de identificar si es posible género y
especie de microorganismo y luego
realizar las pruebas de sensibilidad antimicrobiana , para poder informar al
clínico que agentes anti infecciosos ( antibióticos y/o quimioterápicos ) son de mayor eficacia para las bacterias
aisladas en el referido caso.
Debemos tener en cuenta,
que las muestras provenientes de la naso-faringe no son representativas de los microorganismos
existentes en las vías aéreas inferiores (bronquiolos o alveolos pulmonares).
Numerosos trabajos de investigación publicados han demostrado la presencia de
distintos microorganismos y en distintas proporciones según, la edad del animal
la zona geográfica que habita o zona de boxes en donde se estabulan los animales,
También hay variaciones según la zona de recolección de las muestras, según
técnica utilizada encontrándose diferencias entre las obtenidas por LTB (lavado traqueobronquial) que las de LBA (lavado
bronquioalveolar).
La mayoría de los
autores utilizan medios comunes de cultivo
como , agar-sangre enriquecido con 10% de sangre de ovino desfibrando y placas conteniendo agar
MacConkey. Las placas son incubadas en
aerobiosis y anaerobiosis e microaerofilia a 37oC por 72 hs . Se
realizan coloraciones bacteriológicas habituales según requiera la identificación,
y luego se realizan pruebas químicas para clasificar correctamente los
distintos géneros de microorganismos. También se describe la utilización de
medios de identificación especiales como
el agar orientación u otros tipos de cromo-agar Los cuales producen
colonias de diferentes colores y formas según sus propiedades químicas.
Remitimos al lector
a la amplia bibliografía existente sobre
aislamientos bacteriológicos en especial sugerimos que se utilice la más
cercana a su zona de acción o referirse a los datos obtenidos por el
laboratorio local de diagnostico veterinario donde se remiten las muestras. De
no existir claros datos conviene realizar un estudio de este tipo en un grupo
de equinos, aparentemente sin sintomas clínicos y referirse a estos hallazgos
para considerar normal o patológico el Nro. de unidades formadoras de colonia
(UFC) como las especies implicadas y la sensibilidad antimicrobiana, teniendo
en cuenta que los gérmenes mas patógenos suelen presentar mayor resistencia a
los antibióticos que los habitantes banales u oportunistas.
La presencia de
bacterias debe asociarse a los cambios citológicos y síntomas clínicos para
evaluar correctamente su significancia. En general los autores coinciden que la
obtención de cultivos puros con más de
10 6 UFC / ml son significativamente demostrativos de un estado
infeccioso, mientras que cultivos que resulten en menos de 10 4 UFC
/ ml podrían tener una mínima importancia, en especial cuando son cultivos mixtos.
(Dos o más especies aisladas.)
Con el fin de no
arrastrar bacterias de sectores anteriores a los pulmones, durante la
introducción de la sonda. algunos autores
sugieren introducir en la punta del catéter una solución de agar al 2% en solución fisiológica estéril en cantidad
de 1 ml, que se eliminará por la infusión de la solución en el momento de
iniciar el lavado.
A continuación
presentamos una tabla presentando los
patógenos más frecuentemente aislados por LBA
tanto en equinos adultos y en potrillos. (Hoffmann 1993, Sweeney CR.
1985)
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Microorganismos patógenos comúnmente aislados de
pulmones con bronconeumonía en
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equinos adultos y en jóvenes ( potrillos y
potrancas)
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Equinos adultos
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Equinos jóvenes
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Streptococcus zooepidemicus
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Rhodococcus equi
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Actinobacillus suis
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Streptococcus zooepidemicus
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Streptococcus equi var equuli
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Klebsiella pneumoniae
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Bordetella bronchiseptica
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Pseudomonas aeruginosa
|
Pseudomonas aeruginosa
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Escherichia coli
|
Escherichia coli
|
|
Bordetella bronchiseptica
|
Streptococus equi var equuli
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|
Streptococcus pneumoniae
|
Streptococcus pneumoniae
|
|
Klebsiella pneumoniae
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Staphilococcus epidermidis
|
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Pasteurella spp.
|
Pasteurella spp.
|
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Enterobacter spp.
|
Enterobacter spp.
|
|
Staphilococcus aureus
|
Staphilococcus aureus
|
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|
.
OTROS METODOS COMPLEMENTARIOS DE DIAGNOSTICO.
Es
importante mencionar , que existen otros métodos complementarios de diagnóstico,
utilizados para el estudio clínico particular de las afecciones del aparato
respiratorio de equino y otros animales domésticos.
Si
bien el análisis de los mismos excede el alcance de esta presentación, los
mencionamos para que se tengan en cuenta para avanzar en el diagnóstico de
casos especiales que afectan al sistema respiratorio
Exámenes
hematológicos y químicos de la sangre.
Ecografías
Radiología.
Biopsia
traqueobronquial (con fibroscopio)
Toracocentesis.
Biopsia
de pulmón percutánea con aguja de 14 Gauge , tipo Tru-Cut.
Necropsia
de los animales afectados ,en especial en casos de enfermedades
infectocontagiosas con mortandad en
grupos importantes de animales de carácter enzoótico o
epizoótico ( potrillos en haras, equinos de clubes hípicos , hipódromos ,
centros de venta exposiciones etc.)
CONCLUSIONES
Las técnicas de LAVADO de las vías aéreas inferiores ( posteriores) han
demostrado ser de utilidad como método complementario del diagnóstico en el
abordaje de problemas del sistema respiratorio ,
frecuentes en los animales sometidos a la alta competencia como los equinos de
distintas razas y actividades deportivas.(HPIE, ERIA, EPOC , rendimiento
insuficiente , Intolerancia al ejercicio, bronconeumonías , etc)
Los protocolos de
toma de muestras, tanto de los LTB como
los LBA deben ser cuidadosamente ejecutados en semejantes condiciones y
cumpliendo todos sus pasos cuidadosamente , para que los resultados puedan ser
interpretados correctamente. Utilizando los mismos volúmenes de soluciones
isotónicas de lavado y los mismos elementos
de recuperación del fluído , así como el correcto acondicionamiento del
material obtenido, para que lleguen al laboratorio muestras realmente
representativas en tiempo y forma.
Las técnicas de
análisis de laboratorio también deberán realizarse en forma estandardizada y en
condiciones semejantes , respetando los
mismos tiempos , y utilizando los mismos
reactivos y equipos de medición y
el personal entrenado.
Una vez obtenidos
los resultados habrá que cotejarlos , para su acertada interpretación , con los
hallazgos clínicos y de otros métodos complementarios utilizados para realizar
un correcto diagnóstico de la situación y proceder con un tratamiento adecuado
y un certero pronóstico. ( ambos de
vital importancia en equinos atletas en entrenamiento y alta competencia) .
Los valores
normales de referencia habrá que obtenerlos en forma local y compararlos con
los publicados en la bibliografía , haciendo frecuentes controles de calidad y
precisión en el laboratorio y en los protocolos de obtención de las muestras.
